Peptide bindingen: definitie, voorkomens en biologische betekenis

Een peptidebinding is een covalente amidebinding die de aminozuurresiduen in peptiden en eiwitten met elkaar verbindt. Deze bindingen vormen een doorlopend moleculair ruggenmerg van peptideketens, waarbij de specifieke volgorde van de aminozuren behouden blijft en tegelijkertijd de gehele keten in staat wordt gesteld verschillende driedimensionale structuren aan te nemen.

Peptide bindingen zijn een van de fundamentele bouwstenen peptiden. Het begrijpen van hun chemie helpt te verklaren hoe individuele aminozuren grotere moleculen kunnen vormen met een strikt gedefinieerde sequens en structuur.

Hoewel de basisdefinitie relatief eenvoudig is, heeft de chemie van de peptidebinding enkele belangrijke kenmerken. De elektronen binnen de amidegroep zijn zo verdeeld dat de koolstof-stikstofbinding gedeeltelijk op een dubbele binding lijkt. Dit beperkt de mogelijkheid van vrije rotatie rond de peptidebinding, maar zorgt er niet voor dat het hele peptide of eiwit een stijve molecuul wordt. Andere bindingen in de ruggengraat behouden een grotere rotatievrijheid, waardoor peptideketens kunnen buigen en zich opvouwen.

Peptide bindingen kunnen vanuit verschillende wetenschappelijke perspectieven worden geanalyseerd. Chemici bestuderen hun elektronische structuur en geometrie. Moleculair biologen analyseren de manier waarop ze worden gevormd door ribosomen en andere biologische systemen. Structurele biologen onderzoeken hoe de geometrie van deze bindingen de eiwitarchitectuur beïnvloedt. Biochemici daarentegen bestuderen hoe enzymen selectief peptide bindingen verbreken tijdens de verwerking en afbraak van eiwitten.

Deze onderscheidingen helpen te begrijpen hoe eiwitten tegelijkertijd een specifieke aminozuursequentie kunnen behouden, complexe structuren kunnen aannemen, kunnen worden gevormd in gecontroleerde biologische processen en vervolgens kunnen worden verwerkt of afgebroken. Studies naar de elektronische structuur, peptidegeometrie, ribosomale katalyse, eiwitsynthese en enzymatische hydrolyse leveren complementaire informatie op over deze processen. [1] [2] [3]

Wat is een peptidebinding?

Chemische definitie van een peptidebinding

Een peptidebinding is amidebinding tussen de groep afkomstig van de carboxylgroep van het ene aminozuur en de groep afkomstig van de aminogroep van het andere aminozuur. In een typisch eiwitruggengraat worden het koolstofatoom van de carbonylgroep en het stikstofatoom van de volgende aminozuurresidu met elkaar verbonden.

Het meest afgebeelde fragment heeft de vorm van:

–C(=O)–NH–

Het C=O fragment is carbonylgroep, terwijl de C–N-binding de binding is die we gewoonlijk bedoelen wanneer we het specifiek over een peptidebinding hebben. Samen vormen deze atomen en hun directe omgeving de zogenaamde peptidebinding of amidegroep.

Dit onderscheid is belangrijk omdat de volledige structuurformule van de peptidebinding verschillende bindingen bevat. De koolstof-zuurstofbinding is geen verbinding die twee aminozuurresiduen met elkaar verbindt. Deze functie wordt vervuld door de amide koolstof-stikstofbinding.

Wanneer het ene aminozuur wordt gekoppeld aan het andere, wordt het koolstofatoom van de carbonylgroep dat is gebonden aan het ene residu, covalenterwijs verbonden met het stikstofatoom dat is gebonden aan het volgende residu. Herhaling van dit patroon leidt tot de vorming van het ruggenmerg van een typische peptideketen.

Onderzoek naar de elektronstructuur analyseert onder andere de interactie van het vrije elektronpaar van stikstof met het aangrenzende carbonylsysteem, wat helpt verklaren waarom deze binding verschilt van een gewone, vrij roteerbare koolstof-stikstof enkelvoudige binding. [1]

Waarom is een peptidebinding een covalente binding?

Een peptidebinding is covalente, omdat de verbonden atomen elektronen delen.

Het is geen ionische interactie tussen twee afzonderlijke, geladen aminozuren en evenmin een waterstofbrug die verschillende delen van de gevouwen keten bij elkaar houdt.

Het is juist deze covalente verbinding die zorgt voor de chemische continuïteit van de aminozuursequentie. De residuen blijven deel uitmaken van dezelfde keten totdat een chemische reactie de manier van verbinden verandert.

Dit onderscheid wordt met name relevant bij het bespreken van het vouwen en ontvouwen van eiwitten. Een peptideketen kan buigen, van conformatie veranderen, een deel van de interacties die de structuur stabiliseren verliezen, en zelfs aanzienlijk ontvouwen zonder dat de peptidebindingen die de primaire sequentie in stand houden, verbroken hoeven te worden.

Covalente bindingen betekenen echter niet onverwoestbaar.

Enzymen en de juiste chemische omstandigheden kunnen de splitsing van peptidebindingen veroorzaken. Een dergelijke splitsing is echter een chemische reactie die de manier waarop atomen zijn verbonden verandert, en niet alleen door een verandering van de molecuulvorm.

Structureel onderzoek van een van de aspartylproteïnasen laat zien hoe het enzym een substraat dat een peptidebinding bevat en een watermolecuul op de juiste manier kan organiseren op een manier die essentieel is voor hydrolyse. [4]

Het gedeeltelijke karakter van de dubbele binding en resonantie

Het C-N-peptidebinding wordt in formules vaak weergegeven als een enkele lijn, maar de werkelijke elektronendistributie is complexer.

Het vrije elektronenpaar van het stikstofatoom kan deelnemen aan het aangrenzende elektronensysteem van de carbonylgroep. Door de delokalisatie van elektronen krijgt de C–N-binding gedeeltelijk karakter van de dubbele binding.

Dit fenomeen wordt vaak verklaard met behulp van resonantiestructuren.

Resonantiestructuren zijn alternatieve manieren om de elektronendistributie in hetzelfde molecuul weer te geven. Ze moeten niet worden geïnterpreteerd als afzonderlijke vormen van het molecuul die snel in elkaar overgaan.

Evenmin betekent het gedeeltelijke karakter van de dubbele binding dat de the-peptidebinding gedurende een bepaald percentage van de tijd een enkelvoudige binding is en de rest van de tijd een dubbele binding.

De werkelijke elektronstructuur vloeit voort uit de delokalisatie van elektronen binnen de hele amidegroep.

In een computationele studie analyseerde Fedorov de bijdrage van resonantie bij het bepalen van de peptidebindingsorde. De gedetailleerde numerieke waarden hangen af van de gebruikte methode voor de analyse van de elektronische structuur. Voor een algemeen begrip is echter de conclusie het belangrijkst dat de interactie tussen het elektronensysteem van het stikstofatoom en de carbonylgroep verantwoordelijk is voor een deel van de ongewone eigenschappen van de C–N-binding. [1]

Waarom is de rotatie rond een peptidebinding beperkt?

Het gedeeltelijke karakter van de dubbele binding heeft een belangrijk structureel gevolg: rotatie rond de amide C-N-binding is meer beperkt dan rotatie rond een typische enkele koolstof-stikstofbinding.

Dit betekent echter niet dat eiwitten niet kunnen buigen of zich kunnen vouwen.

Het peptide-ruggegraat bevat ook andere bindingen waaromheen rotatie mogelijk is. De eiwitketen bestaat dus uit herhalende, relatief stijve peptidegroepen die met elkaar verbonden zijn via andere bindingen van de ruggegraat die gekenmerkt worden door een grotere conformationele flexibiliteit.

De combinatie van deze beperkingen en rotatiemogelijkheden draagt bij aan de enorme verscheidenheid aan driedimensionale structuren die peptiden en eiwitten kunnen aannemen.

Bij benadering vlak betekent niet een idealiter vlakke structuur

Elektronendelokalisatie bevordert van de bijna vlakke geometrie van de peptidegroep en beperkt de rotatie rond de C–N-amidebinding.

Echte moleculaire structuren kunnen echter enigszins afwijken van het ideale wiskundige vlak.

Improta en medewerkers combineerden kwantummechanische berekeningen met de analyse van kristalstructuren van peptiden en eiwitten. De resultaten toonden kleine, systematische afwijkingen aan die afhankelijk zijn van de lokale geometrie van het ruggenmerg. [2]

Daarom is het juist om te stellen dat peptidegroepen ongeveer vlak, daarentegen zou de bewering dat elke peptidebinding in elk peptide of eiwit ideaal vlak is, een te grote vereenvoudiging zijn.

Dit is een goed voorbeeld van het verschil tussen een nuttig educatief model en het meer gedetailleerde gedrag van werkelijke moleculaire structuren.

Waar komen peptidebindingen voor?

In het skelet van peptiden en eiwitten

Peptidebindingen komen voor tussen aangrenzende aminozuureenheden in typische peptide- en eiwitketens.

Samen met de omringende atomen vormen ze een herhalend moleculair skelet. De zijketens van aminozuren steken buiten deze ruggengraat uit en geven individuele residuen extra chemische eigenschappen.

Eiwit kan bestaan uit één enkel peptideketen of uit meerdere ketens die zijn verbonden tot een groter moleculair complex. Elk daarvan heeft zijn eigen ruggengraatverbindingen.

Verschillende ketens kunnen met elkaar verbonden zijn via niet-covalente interacties of extra covalente bindingen. Dergelijke verbindingen mogen niet automatisch als peptidebindingen worden beschouwd.

De chemische synthese van de boviene pancreatische trypsineremmer, oftewel BPTI, illustreert goed het verschil tussen de vorming van het peptideskelet en het ontstaan van extra disulfidebindingen. Onderzoekers verkregen eerst het lineaire materiaal en voerden vervolgens de oxidatie en karakterisering daarvan uit. Het onderzoek scheidt dus de opbouw van de keten van de latere structurele organisatie. [5]

Peptidebindingen bepalen de continuïteit van de primaire sequentie

De volgorde van de aminozuurresten in een peptide of eiwit wordt aangeduid als de primaire structuur.

Peptidebindingen zorgen voor de fundamentele covalente continuïteit die deze sequentie in stand houdt.

Bijvoorbeeld de sequentie:

Ala–Gly–Ser

bevat dezelfde drie soorten aminozuren als:

Ser–Gly–Ala

Dit zijn echter niet dezelfde peptide-sequenties.

De positie van de afzonderlijke residuen ten opzichte van de peptidebindingen is anders.

Daarom is alleen de lijst van aminozuren die in het monster aanwezig zijn niet voldoende om het peptide te identificeren. Het is ook noodzakelijk om hun volgorde en de manier van verbinden te kennen.

In lineaire en cyclische peptiden

Een typische open peptideketen heeft twee uiteinden, aangeduid als Einde i C-einde.

Het N-uiteinde komt overeen met het ene uiteinde van het peptide-ruggegraat, terwijl het C-uiteinde overeenkomt met het andere. Peptidesequenties worden standaard geschreven van het N-uiteinde naar het C-uiteinde.

Kop-tot-staart cyclisch peptide, dat wil zeggen gesloten door het verbinden van de uiteinden van de keten, bevat een extra ruggengraatsbinding die een ring vormt.

Niet alle cyclische peptiden sluiten echter op dezelfde manier. De ring kan ook worden gevormd met betrokkenheid van een zijketen, en sommige moleculen bevatten meer dan één type dwarsverbinding.

Term cyclisch het beschrijft dus een kenmerk van de moleculaire architectuur, en niet één universele manier van verbinden.

Kalata B1 is een concreet voorbeeld van een peptide waarvan de cyclische ruggengraat onder andere is bevestigd door middel van enzymatische klievingsstudies, sequence-analyse en moleculaire structuur. Het molecuul bevat ook disulfidebruggen. Deze extra zwavel-zwavelbindingen verschillen chemisch van de amidebindingen die de residuen in de peptideruggengraat verbinden. [6]

Peptide bindingen versus isopeptide bindingen

In een typisch eiwitruggengraat verbinden peptidebindingen de hoofdgroepen van de amine- en carboxylgroepen.

Een amidebinding, bij de vorming waarvan is betrokken functionele groep van de zijketen van een aminozuur, wordt vaak omschreven als isopeptidenbinding.

De belangrijkste regel is dan ook vast te stellen welke atomy daadwerkelijk met elkaar zijn verbonden.

De aanwezigheid van een amidebinding op zich betekent niet automatisch dat deze zich in een typisch peptideskelet bevindt. Tegelijkertijd is niet elke dwarsbinding in een peptide of eiwit een amidebinding — disulfidebindingen en andere covalente modificaties hebben een andere chemie.

Voor beginners zijn de gewone peptidebindingen in het skelet het meest bruikbare uitgangspunt. Meer gespecialiseerde verbindingen kunnen vervolgens worden beschouwd als verschillende varianten van de moleculaire organisatie.

Hoeveel peptidebindingen bevinden zich in de keten?

Enkele open, niet-vertakte keten die n aminozuurresiduen hebben n − 1 peptidebindingen in het ruggengraat.

Dit betekent dat:

• een dipeptide heeft 2 residuen en 1 peptidebinding;
• een tripeptide heeft 3 residuen en 2 peptidebindingen;
• Een tetrapeptide heeft 4 residuen en 3 peptidebindingen;
• een pentapeptide heeft 5 residuen en 4 peptidebindingen;
• Een open keten met 10 residuen heeft 9 peptidebindingen.

Deze afhankelijkheid vloeit direct voort uit de manier waarop het molecuul is verbonden: elke volgende restgroep verlengt de bestaande keten met één extra ruggengraatsbinding.

De daaraan beantwoorden cyclische head-to-tail keten bevat n peptidebindingen in het ruggenmerg, aangezien een extra binding de ring sluit.

Deze aannames zijn echter belangrijk. Vertakkingen, ongebruikelijke zijketenverbindingen, de aanwezigheid van meerdere ketens, isopeptidenbindingen of andere ruggengraatelementen dan amidebindingen vereisen een meer gedetailleerde analyse.

Alleen het aantal residuen is niet altijd voldoende om alle covalente bindingen in een complex peptide of eiwit te bepalen.

Hoe verbinden peptidebindingen aminozuren?

Van vrije aminozuren tot aminozuurresiduen

Het vrije aminozuur en het overeenkomstige residu in het peptide zijn met elkaar verbonden, maar beschrijven niet exact dezelfde chemische toestand.

Wanneer een aminozuur in een peptide wordt ingebouwd, nemen de functionele groepen deel aan de verbindingen die de keten vormen.

Bijvoorbeeld, de verbinding van glycine en alanine in een bepaalde volgorde leidt tot de vorming van glycylalanine. Het omkeren van de volgorde leidt tot het ontstaan alanylglycine.

De soorten aminozuren zijn hetzelfde, maar hun positie en chemische omgeving verschillen.

Dit laat zien waarom de peptidenreeks meer informatie bevat dan een eenvoudige lijst van de bestanddelen ervan.

Bindingselementen kunnen direct worden onderzocht. Stachelhaus en collega's analyseerden elementen van het niet-ribosomale peptide-synthesessysteem en toonden aan dat het veranderen van het residu op de voorgestelde katalytische plaats de bestudeerde condensatiereactie onmogelijk maakte. Het experiment verbindt dus de vorming van een specifiek peptideproduct met de werking van een specifiek moleculair mechanisme. [7]

De condensatievergelijking is een reactiebalansmodel

In de basischemie wordt de vorming van eenpeptide vaak voorgesteld met de vergelijking:

aminozuur + aminozuur → dipeptide + water

De vergelijking toont het verschil in samenstelling tussen de vrije uitgangsmolekulen en het gekoppelde product.

Het is nuttig om de chemische relatie tussen de substraten en het product te begrijpen.

Het mag echter niet worden geïnterpreteerd als een volledig eiwitsynthesemechanisme in een levende cel.

Vrije aminozuren gaan niet zomaar naast elkaar in water liggen, ze splitsen niet spontaan watermoleculen af en vormen niet vanzelf een specifieke eiwitsequentie.

Biologische synthese vereist geactiveerde substraten, geordende moleculaire machinerie, sequentiebepalende informatie en energieverlenende voorbereidingsprocessen.

Het is daarom essentieel om onderscheid te maken tussen bruto chemische vergelijking a reactiemechanisme.

De vergelijking beschrijft de begin- en eindsamenstelling. Het mechanisme verklaart de daadwerkelijke moleculaire stappen en tussenproducten die tot de reactie leiden.

Ribosoomexperimenten onderzoeken juist dergelijke mechanistische details en reproduceren niet alleen de bekende condensatievergelijking. [3]

Hoe vormt het ribosoom peptidebindingen?

Tijdens de translatie brengt transfer-RNA, oftewel tRNA, verplaatsen aminozuren en de groeiende peptideketen binnen het ribosoom.

De aminogroep van het nieuw aangevoerde aminozuur reageert met het geactiveerde uiteinde van de bestaande keten die is gekoppeld aan tRNA, wat leidt tot de overdracht van het groeiende peptide op het residu dat is verbonden met het nieuwe tRNA.

Een peptideketen wordt gewoonlijk verlengd vanaf de kant C-kantoor.

De activatie van aminozuren en hun binding aan tRNA zijn energiefafhankelijke processen. Daarom zou de beschrijving van elke ribosomale peptidebinding als direct ontstaan tussen twee vrije aminozuren of als eenvoudige „waterverwijdering” door het ribosoom een te grote vereenvoudiging zijn.

Weinger en collega's modificeerden een chemische groep in het tRNA-substraat en waarnamen een aanzienlijke vermindering van de vorming van peptidebindingen zonder een daarmee overeenkomende afname van de substraatbinding. Dit resultaat leverde bewijs voor substraat-geassisteerde katalyse, waarin de chemische eigenschappen van de substraten zelf deelnemen aan het verloop van de reactie. [3]

Het experiment wijst dus op de mechanistische rol van tRNA-chemie, en niet uitsluitend op de functie ervan als passieve drager.

Het vormen van peptidebindingen heeft een bepaalde richting

Eiwitsynthese is een gericht proces.

Omdat de groeiende keten aan de C-uiteinde wordt verlengd, ontwikkelt de sequens zich in een bepaalde oriëntatie.

Dit houdt verband met de algemene conventie om de volgorde van peptiden en eiwitten te schrijven vanaf N-terminus tot C-terminus.

De richting is echter niet uitsluitend een notatieconventie. Het omkeren van de sequentiereeks leidt meestal tot de vorming van een ander molecuul, omdat elke restgroep dan een andere positie inneemt ten opzichte van de overige elementen van de keten.

Andere manieren om soortgelijke verbindingen te maken

Peptide bindingen kunnen ook buiten het ribosoom ontstaan.

Gespecialiseerde ribosomale enzymsystemen synthetiseren sommige peptiden, terwijl laboratoriumsynthese van peptiden gebruik maakt van geactiveerde componenten en gecontroleerde koppelingsreacties.

Deze wegen verschillen in organisatie, substraten, reactievoorwaarden en katalytische mechanismen.

Ze mogen niet als identieke processen worden beschouwd alleen omdat de eindproducten amidebindingen bevatten.

Studies naar niet-ribosomale vorming van bindingen en de chemische synthese van BPTI vormen voorbeelden van dergelijke uiteenlopende productiewijzen. [7] [5]

De productiewijze op zich bepaalt evenmin of een bepaald molecuul een peptide of een eiwit is. Chemische synthese kan leiden tot materiaal dat overeenkomt met een van nature voorkomend peptide of eiwit, op voorwaarde dat de sequentie en andere relevante structurele kenmerken correct zijn vastgesteld.

Peptide bindingen versus andere bindingen in eiwitten

Ruggegraatsbindingen versus interacties verantwoordelijk voor vouwing

Peptide bindingen houden de aaneengeschakelde aminozuursequentie bij elkaar.

Andere interacties helpen daarentegen te bepalen hoe deze sequenties zich in de d dimensiones ruimte schikken of hoe afzonderlijke peptideketens op elkaar inwerken.

Waterstofbindingen ontstaan tussen geschikte waterstofdonoren en -acceptoren. Binnen het peptide[-rug]keten kunnen de zuurstofatomen van carbonylgroepen als acceptoren fungeren, en vele N–H-amidegroepen kunnen als donor dienen.

Amide stikstof wordt meestal niet beschouwd als een waterstofbrugacceptor omdat zijn vrije elektronenpaar deel uitmaakt van het elektronensysteem van de amidegroep.

Ook peptidegroepen die proline bevatten, vereisen bijzondere aandacht, aangezien de stikstof in het ruggenmerg dan geen typische N–H-waterstof bezit.

De groep die de peptidebinding bevat, kan dus deelnemen aan de vorming van waterstofbindingen, maar een peptidebinding en een waterstofbrug zijn verschillende soorten verbindingen.

De ene verbindt aminozuurresiduen covalente bindingen. De andere is betrokken bij interacties binnen het molecuul of tussen moleculen.

Onderzoek naar het korte, gevouwen peptide CLN025 analyseerde de structuur die onder meer wordt gestabiliseerd door waterstofbindingen en andere intramoleculaire interacties. Dit toont aan dat vouwing kan plaatsvinden zonder de vorming van een nieuwe ruggengraatsequenties.

Disulfidebruggen verbinden zwavelhoudende zijketens

Disulfidebindingen zijn covalente zwavel-zwavelbindingen die meestal worden gevormd tussen de zijketens van cysteïne.

Ze kunnen verre fragmenten van dezelfde peptideketen of verschillende ketens met elkaar verbinden.

Ze zijn geen peptidebindingen en komen niet in alle eiwitten voor.

De vorming of verbreking van een disulfidebrug kan de ruimtelijke organisatie van het molecuul aanzienlijk veranderen zonder dat de peptideketen hoeft te worden doorgeknipt.

In een onderzoek naar de synthese van BPTI werden de natuurlijke sequentie en analoga, ontworpen om het vermogen om disulfidebindingen te vormen te veranderen, voorbereid. Het materiaal met de natuurlijke sequentie werd vergeleken met natuurlijk BPTI met behulp van analytische en functionele methoden. Het abstract van de publicatie bevestigde niet alle structurele consequenties met betrekking tot de analoga, dus de voorgestelde verschillen mogen niet worden voorgesteld als volledig vaststaande resultaten. [5]

Ionische en hydrofobe interacties

Geladen groepen kunnen elkaar aantrekken of afstoten, wat de ruimtelijke organisatie van het molecuul beïnvloedt.

Niet-polaire regio's interageren daarentegen met de wateromgeving op een manier die hun verborgenheid in de structuur, associatie of aggregatie kan bevorderen. Dit fenomeen wordt vaak besproken in de context van van het hydrofobe effect.

Deze interacties kunnen van enorm belang zijn voor het opvouwen van eiwitten, maar de hydrofobe interactie is geen nieuwe covalente binding tussen aminozuren.

Daarom is het onjuist om alle eiwitstabiliserende krachten peptidebindingen te noemen.

Individuele typen interacties kunnen ook verschillend reageren op temperatuur, oplosmiddel, zuurgraad, ionische omstandigheden en andere omgevingsveranderingen. Het bepalen welk type binding of interactie verandert, maakt het mogelijk om het experimentele resultaat nauwkeuriger te begrijpen.

Denaturatie is niet hetzelfde als hydrolyse

Denaturatie verandert de typische structurele organisatie van het eiwit.

Może zaburzać fałdowanie lub asocjację cząsteczek, pozostawiając jednocześnie większość lub wszystkie wiązania peptydowe nienaruszone.

Hydroliza zmienia natomiast połączenia chemiczne poprzez rozszczepienie podatnego wiązania w reakcji z udziałem wody.

W pewnych warunkach oba procesy mogą zachodzić w tej samej próbce, ale nie są synonimami.

Rozwinięcie białka nie oznacza więc automatycznie jego przekształcenia w krótsze peptydy lub wolne aminokwasy.

Rozróżnienie to jest widoczne również w badaniach strukturalnych. W eksperymentach dotyczących termicznie rozwiniętego kolagenu zidentyfikowano różne konfiguracje cis i trans wiązań peptydowych związanych z proliną. Zmiana konfiguracji szkieletu jest innym zjawiskiem niż jego chemiczne rozszczepienie. [9]

Powstawanie, właściwości i hydroliza wiązań peptydowych

Stabilność zależy od rodzaju analizowanej reakcji

Wiązania peptydowe są wystarczająco trwałe, aby utrzymywać biologiczne łańcuchy, a jednocześnie organizmy mogą je selektywnie tworzyć i rozszczepiać.

Nie ma w tym sprzeczności.

Szybkość reakcji zależy między innymi od bariery aktywacji i obecności katalizatorów, natomiast to, czy dana reakcja jest korzystna termodynamicznie, stanowi odrębne zagadnienie.

Proces może być chemicznie możliwy, ale bez odpowiedniej katalizy przebiegać niezwykle wolno.

Z drugiej strony enzym może znacząco przyspieszyć określoną reakcję poprzez zapewnienie korzystniejszej drogi reakcji.

Enzym nie zmienia wiązania peptydowego w zupełnie inny rodzaj wiązania. Zmienia drogę, którą przebiega reakcja chemiczna.

Nieprawidłowe byłoby również przypisywanie jednego uniwersalnego czasu trwałości wszystkim wiązaniom peptydowym, peptydom czy białkom znajdującym się w wodzie.

Sekwencja, lokalna struktura, dostępność wiązania, sąsiadujące grupy chemiczne, temperatura, pH, skład roztworu oraz obecność katalizatorów mogą wpływać na obserwowane zachowanie.

Co zmienia hydroliza?

Hydroliza wykorzystuje wodę w reakcji chemicznego rozszczepienia wiązania amidowego, prowadząc do powstania nowych końców pochodzących od grup karboksylowych i aminowych.

Ich dokładna postać jonowa zależy od warunków otaczającego roztworu.

Rozszczepienie jednego wiązania w szkielecie nie prowadzi automatycznie do powstania wolnych aminokwasów.

Jeśli rozerwane zostanie wewnętrzne wiązanie peptydowe w dłuższym otwartym łańcuchu, bezpośrednimi produktami będą zazwyczaj dwa krótsze fragmenty peptydowe.

Dalsze reakcje rozszczepiania są potrzebne, aby stopniowo skracać te fragmenty i ostatecznie uwalniać pojedyncze aminokwasy.

Badania strukturalne penicillopepsyny analizowały sposób, w jaki proteinaza aspartylowa może organizować wodę i grupy substratu w procesie hydrolizy. Zaproponowany model reakcji oparto na obserwacjach krystalograficznych i modelowaniu. Dostarcza on informacji o jednym mechanizmie enzymatycznym, ale nie dowodzi, że każda proteaza wykorzystuje identyczny sposób katalizy. [4]

Hydroliza może być selektywna

Proteazy i peptydazy różnią się pod względem rozpoznawanych wiązań i środowisk molekularnych.

Niektóre enzymy przecinają wiązania znajdujące się wewnątrz łańcucha, natomiast inne usuwają reszty od jego końców.

Sekwencja, lokalna struktura, dostępność i otaczające grupy chemiczne mogą wpływać na to, czy potencjalnie podatne miejsce zostanie rzeczywiście rozszczepione.

Davidson i Hutton badali enzym związany z ziarnistościami wydzielającymi insulinę. Oczyszczony preparat usuwał zasadowe reszty z substratów pochodzących z proinsuliny, a w zastosowanym teście nie powodował dalszego rozpadu dojrzałej insuliny. [10]

Pokazuje to selektywne przetwarzanie biologiczne, a nie przypadkowe rozrywanie wszystkich wiązań peptydowych.

Selektywne rozszczepianie ma istotne znaczenie biologiczne, ponieważ większe cząsteczki prekursorowe mogą być przetwarzane w określonych miejscach, prowadząc do powstania konkretnych dojrzałych produktów zamiast przypadkowej degradacji.

Warunki mają znaczenie: dwa przykłady eksperymentalne

Kenley i Warne badali rekombinowaną ludzką interleukinę 11 w celowo zastosowanych warunkach stresowych, obejmujących podwyższoną temperaturę i różne wartości pH.

W kwaśnym środowisku zidentyfikowali rozszczepienie w określonym miejscu Asp–Pro. Wyniki pokazują degradację zależną od sekwencji i warunków, ale nie powinny być przekształcane w uniwersalną zasadę opisującą zachowanie wszystkich białek w typowych warunkach biologicznych. [11]

W innym badaniu obserwowano fragmentację radiojodowanego wazoaktywnego peptydu jelitowego w rozcieńczonym roztworze o obojętnym pH. Pokrewne, krótsze fragmenty nie wykazywały mierzalnej degradacji w tych samych warunkach eksperymentalnych, a dodatki do roztworu wpływały na wynik. [12]

Oba badania pokazują, dlaczego stabilność wiązań peptydowych należy omawiać w odniesieniu do konkretnej cząsteczki, sekwencji, środowiska i warunków eksperymentalnych, zamiast zakładać, że określone pH lub temperatura będą powodowały takie samo zachowanie każdego peptydu.

Dlaczego wiązania peptydowe są biologicznie ważne?

Wiązania peptydowe zachowują kolejność reszt aminokwasowych definiującą łańcuch peptydowy lub białkowy.

Ich geometria ogranicza możliwe ułożenia przestrzenne łańcucha, natomiast grupy karbonylowe i zawierające azot, obecne w szkielecie peptydowym, uczestniczą w oddziaływaniach molekularnych.

Kontrolowane tworzenie wiązań peptydowych umożliwia syntezę peptydów i białek.

Kontrolowane rozszczepianie tych wiązań uczestniczy natomiast w przetwarzaniu prekursorów, trawieniu, obrocie białek, szlakach regulacyjnych i ostatecznej degradacji cząsteczek.

Ten sam podstawowy rodzaj połączenia chemicznego uczestniczy więc w kilku poziomach organizacji biologicznej.

Jego powstanie ustala ciągłość sekwencji.

Jego struktura elektronowa wpływa na geometrię szkieletu.

Obecne w nim grupy chemiczne uczestniczą w oddziaływaniach molekularnych.

Jego selektywne rozszczepianie pozwala układom biologicznym przetwarzać i usuwać białka oraz peptydy.

Funkcje te łączą chemię molekularną z biologią. Dowody pochodzą między innymi z obliczeń struktury elektronowej, pomiarów strukturalnych, badań enzymatycznych, syntezy chemicznej i eksperymentów z wykorzystaniem kompletnych układów biologicznych. Każda z tych metod pokazuje inny element mechanizmu i nie powinna być wykorzystywana do wyciągania wniosków wykraczających poza rzeczywiście badany proces. [2] [3] [10]

Veelgestelde vragen

1. Czy wiązanie peptydowe jest kowalencyjne?

Tak. Wiązanie peptydowe jest kowalencyjnym połączeniem amidowym pomiędzy grupami pochodzącymi od aminokwasów. Atom węgla i atom azotu współdzielą elektrony, co zapewnia chemiczną ciągłość łańcucha peptydowego. Badania struktury elektronowej analizują, jak na to współdzielenie elektronów wpływa sąsiadująca grupa karbonylowa i w jaki sposób przyczynia się ona do charakterystycznych właściwości wiązania amidowego. Określenie „kowalencyjne” nie oznacza jednak, że wiązania nie można rozerwać. W odpowiednich warunkach chemicznych lub przy udziale enzymów może ono ulegać hydrolizie. Najważniejsze jest rozróżnienie, że wiązanie peptydowe chemicznie łączy reszty w jedną cząsteczkę, a nie tylko powoduje przyciąganie pomiędzy oddzielnymi cząsteczkami lub fragmentami tej samej cząsteczki. [1]

2. Dlaczego wiązanie peptydowe ma częściowy charakter wiązania podwójnego?

Częściowy charakter wiązania podwójnego wynika z oddziaływania wolnej pary elektronowej azotu z sąsiadującym układem elektronowym grupy karbonylowej. Dzięki temu gęstość elektronowa ulega delokalizacji w obrębie grupy amidowej. Badania obliczeniowe analizowały udział tego zjawiska w rzędzie wiązania peptydowego. Struktury rezonansowe wykorzystywane do jego wyjaśnienia są alternatywnymi sposobami przedstawienia tej samej struktury elektronowej, a nie odrębnymi cząsteczkami zmieniającymi się jedna w drugą. Również wartości liczbowe opisujące rząd wiązania mogą zależeć od zastosowanej metody analitycznej. Najważniejszą konsekwencją strukturalną jest ograniczenie obrotu wokół połączenia C–N w porównaniu z typowym, swobodnie obracającym się wiązaniem pojedynczym. [1]

3. Które atomy tworzą wiązanie peptydowe?

W typowym szkielecie peptydowym wiązanie peptydowe łączy atom węgla grupy karbonylowej jednej reszty z atomem azotu kolejnej reszty. Atom tlenu pozostaje częścią grupy karbonylowej i nie stanowi bezpośredniego połączenia pomiędzy dwiema resztami aminokwasowymi. Badania elektronowe i strukturalne analizują te atomy jako element powiązanej grupy amidowej, jednocześnie rozróżniając ich poszczególne wiązania. Podczas identyfikowania typowego wiązania peptydowego we wzorze strukturalnym przydatnym punktem wyjścia jest więc znalezienie wiązania C–N bezpośrednio sąsiadującego z grupą karbonylową. [2]

4. Gdzie w białku znajduje się wiązanie peptydowe?

Wiązania peptydowe znajdują się w szkielecie każdego łańcucha białkowego i łączą sąsiadujące reszty aminokwasowe. Różnią się od wiązań poprzecznych pomiędzy łańcuchami bocznymi oraz oddziaływań pomiędzy oddzielnymi łańcuchami. Chemiczna synteza BPTI pokazuje to rozróżnienie poprzez oddzielenie budowy szkieletu od późniejszego powstawania mostków disiarczkowych. Pełna struktura trójwymiarowa białka może zawierać wiele rodzajów oddziaływań kowalencyjnych i niekowalencyjnych, dlatego identyfikacja wiązań peptydowych wymaga śledzenia szkieletu aminokwasowego, a nie liczenia wszystkich linii lub połączeń przedstawionych na modelu cząsteczki. [5]

5. Czy każde wiązanie amidowe jest wiązaniem peptydowym?

Nie. Wiązania amidowe występują w wielu różnych związkach organicznych, natomiast termin „wiązanie peptydowe” odnosi się do określonych połączeń pochodzących od aminokwasów w peptydach i białkach. Typowe wiązanie peptydowe w szkielecie jest jednym z rodzajów układu amidowego. Wiązania amidowego wykorzystującego łańcuch boczny aminokwasu nie należy więc automatycznie zaliczać do zwykłych wiązań szkieletowych. Badania geometrii peptydów koncentrują się na zdefiniowanej grupie amidowej szkieletu, a nie traktują wszystkich możliwych amidów jako chemicznie i strukturalnie identycznych. Odpowiednia nazwa zależy od uczestniczących grup oraz ich położenia w cząsteczce. [2]

6. Ile wiązań peptydowych znajduje się w tripeptydzie?

Typowy otwarty, nierozgałęziony tripeptyd zawiera dwa wiązania peptydowe, ponieważ trzy reszty wymagają dwóch połączeń, aby utworzyć jeden ciągły otwarty łańcuch. Wynika to z ogólnej zależności n − 1 dla typowego otwartego łańcucha zawierającego n reszt. Jest to obliczenie wynikające z budowy cząsteczki, a nie wynik eksperymentalny czy informacja o jej funkcji biologicznej. Odpowiedź będzie inna, jeśli dodatkowe wiązanie szkieletowe zamknie cząsteczkę w pierścień. Wiązania łańcuchów bocznych i inne połączenia kowalencyjne należy natomiast liczyć oddzielnie. Przed zastosowaniem ogólnej reguły należy więc określić architekturę analizowanej cząsteczki.

7. Czy peptydy cykliczne mają dodatkowe wiązanie peptydowe?

Peptyd cykliczny typu head-to-tail ma o jedno wiązanie szkieletowe więcej niż odpowiadający mu otwarty łańcuch, ponieważ dodatkowe wiązanie amidowe łączy oba końce i zamyka pierścień. Inne peptydy cykliczne mogą jednak tworzyć pierścień z udziałem łańcuchów bocznych, dlatego zasada ta nie dotyczy automatycznie każdej cząsteczki określanej jako cykliczna. Badania kalaty B1 potwierdziły konkretny przypadek cyklicznego szkieletu zawierającego dodatkowo mostki disiarczkowe. Zamknięcie szkieletu w pierścień oraz tworzenie połączeń pomiędzy łańcuchami bocznymi należy więc opisywać oddzielnie podczas liczenia wiązań i przedstawiania architektury molekularnej. [6]

8. Czy wiązania peptydowe są zawsze idealnie płaskie?

Nie. Grupy peptydowe są w przybliżeniu płaskie, ale możliwe są mierzalne odchylenia od idealnej geometrii. Badanie łączące obliczenia kwantowo-mechaniczne z analizą danych strukturalnych peptydów i białek wykazało niewielkie zniekształcenia związane z lokalnym ułożeniem szkieletu. Obserwacje te uzupełniają uproszczony model podręcznikowy, ale nie czynią go bezużytecznym. Planarność pozostaje ważną preferencją strukturalną wynikającą z elektronowej budowy grupy amidowej, jednak dokładna analiza strukturalna powinna uwzględniać lokalne różnice charakterystyczne dla konkretnej cząsteczki. [2]

9. Czy białko może się zginać, skoro obrót wokół wiązania peptydowego jest ograniczony?

Tak. Szkielet białka zawiera inne wiązania, wokół których mogą zachodzić zmiany kątów torsyjnych. Ograniczony obrót wokół amidowego wiązania C–N nie unieruchamia więc całego łańcucha. Analizy strukturalne rozróżniają kąty obrotu wokół sąsiednich wiązań szkieletowych od kąta związanego z samym wiązaniem peptydowym. Ograniczenia steryczne, lokalne oddziaływania chemiczne oraz rodzaj sąsiednich reszt wpływają dodatkowo na to, które ułożenia są energetycznie i fizycznie dostępne. Białka nie są więc ani sztywnymi prętami, ani łańcuchami złożonymi z całkowicie swobodnie obracających się elementów. Ich struktura wynika z połączenia ograniczonych i stosunkowo elastycznych stopni swobody szkieletu. [2]

10. Czym są wiązania peptydowe cis i trans?

Określenia cis i trans opisują różne przestrzenne ułożenie grup znajdujących się po obu stronach wiązania peptydowego. W typowych szkieletach białkowych dominuje konfiguracja trans. Szczególnej uwagi wymagają wiązania peptydowe związane z proliną, ponieważ konfiguracja cis występuje w ich przypadku częściej niż dla wielu innych kombinacji reszt. W badaniach NMR termicznie rozwiniętego kolagenu wykryto obie konfiguracje. Wyniki te dotyczą jednak konkretnego białka w określonych warunkach eksperymentalnych i nie powinny być przekształcane w uniwersalne wartości procentowe dotyczące wszystkich peptydów i białek. Terminy cis i trans opisują geometrię wiązania peptydowego, a nie różne rodzaje wiązań chemicznych. [9]

11. Czy podczas tworzenia wiązania peptydowego zawsze bezpośrednio uwalniana jest woda?

Nie. Znane równanie przedstawiające uwalnianie wody opisuje sumaryczną relację kondensacji pomiędzy wolnymi grupami funkcyjnymi, ale nie przedstawia każdego rzeczywistego mechanizmu powstawania wiązań peptydowych. Synteza rybosomalna wykorzystuje aktywowane substraty połączone z tRNA, a badania eksperymentalne wskazują na udział chemii substratu w katalizie. Bezpośredni przebieg reakcji jest więc bardziej złożony niż proste usunięcie wody z dwóch swobodnie rozpuszczonych aminokwasów. Rozróżnienie pomiędzy sumarycznym bilansem reakcji a rzeczywistym mechanizmem biologicznym zapobiega przekształceniu przydatnego równania edukacyjnego w nieprawidłowy opis syntezy białek. [3]

12. Czy zmieszanie aminokwasów z wodą prowadzi do powstania białka?

Nie. Mieszanina wolnych aminokwasów nie tworzy automatycznie określonej sekwencji białkowej. Kontrolowane tworzenie peptydów wymaga odpowiedniej chemii, a w komórkach także uporządkowanej maszynerii syntezy zdolnej do kontrolowania kolejności aminokwasów i tworzenia wiązań. Eksperymenty dotyczące nierybosomalnego składania peptydów wykazały, że zaburzenie określonego elementu katalitycznego może uniemożliwić powstawanie badanego produktu peptydowego. Wyniki dotyczą konkretnego układu biosyntetycznego, ale pokazują szerszą zasadę: sama obecność molekularnych składników budulcowych nie wystarcza. Powstanie zdefiniowanej sekwencji wymaga kontrolowanego tworzenia połączeń molekularnych. [7]

13. Czy wiązanie peptydowe jest tym samym co wiązanie wodorowe?

Nie. Wiązanie peptydowe jest kowalencyjnym połączeniem w szkielecie cząsteczki, natomiast wiązanie wodorowe jest oddziaływaniem pomiędzy odpowiednim donorem i akceptorem wodoru. Grupy chemiczne znajdujące się w szkielecie peptydowym mogą uczestniczyć w tworzeniu wiązań wodorowych bez powstawania dodatkowych wiązań peptydowych. Badania pofałdowanego dekapeptydu CLN025 analizowały wiązania wodorowe i inne oddziaływania uczestniczące w stabilizacji jego struktury. Rozróżnienie to oddziela wiązania definiujące podstawową kowalencyjną sekwencję łańcucha od oddziaływań pomagających już połączonemu łańcuchowi organizować się w przestrzeni trójwymiarowej. [8]

14. Czy mostek disiarczkowy jest rodzajem wiązania peptydowego?

Nie. Mostek disiarczkowy jest kowalencyjnym połączeniem siarka–siarka, zwykle powstającym pomiędzy łańcuchami bocznymi cysteiny. Wiązanie peptydowe jest natomiast połączeniem amidowym łączącym grupy pochodzące od aminokwasów w szkielecie peptydu. Badania syntezy BPTI traktowały budowę szkieletu i powstawanie mostków disiarczkowych jako odrębne procesy. Oba rodzaje wiązań mogą mieć istotne znaczenie dla struktury cząsteczki, ale łączą inne atomy i uczestniczą w innych reakcjach chemicznych. Rozerwanie mostka disiarczkowego nie musi więc przecinać szkieletu peptydowego, natomiast rozszczepienie wiązania peptydowego bezpośrednio zmienia ciągłość sekwencji łańcucha. [5]

15. Czy denaturacja białka powoduje rozerwanie wiązań peptydowych?

Nie jest to konieczne. Denaturacja oznacza zaburzenie typowej pofałdowanej lub zespołowej struktury białka i z definicji nie wymaga rozszczepienia wiązań peptydowych. W zależności od zastosowanych warunków degradacja chemiczna może zachodzić jednocześnie z denaturacją, ale obu procesów nie należy automatycznie utożsamiać. W badaniach termicznie rozwiniętego kolagenu nadal analizowano różne konfiguracje jego wiązań peptydowych. Rozwinięty łańcuch i łańcuch poddany hydrolizie są więc różnymi stanami molekularnymi: pierwszy dotyczy przede wszystkim organizacji trójwymiarowej, natomiast drugi zmiany połączeń kowalencyjnych. [9]

16. Czy hydroliza natychmiast prowadzi do powstania wolnych aminokwasów?

Nie zawsze. Hydroliza jednego wewnętrznego wiązania peptydowego w dłuższym otwartym łańcuchu prowadzi zazwyczaj do powstania dwóch krótszych fragmentów peptydowych. Dalsze reakcje rozszczepiania są konieczne, aby stopniowo zmniejszać długość tych fragmentów i ostatecznie uwolnić pojedyncze aminokwasy. W badaniach eksperymentalnych identyfikowano konkretne fragmenty powstające po rozszczepieniu wiązań peptydowych, między innymi podczas badań degradacji interleukiny 11 i wazoaktywnego peptydu jelitowego. Rodzaj produktów zależy od miejsc, które zostały rozszczepione, oraz stopnia zaawansowania hydrolizy. Określenie „zhydrolizowany” nie oznacza więc automatycznie, że peptyd lub białko zostało całkowicie przekształcone w wolne aminokwasy. [11] [12]

17. Czy wszystkie wiązania peptydowe rozpadają się z taką samą szybkością?

Nie. Obserwowana szybkość rozszczepiania zależy od sekwencji peptydu, lokalnej struktury molekularnej, dostępności wiązania, sąsiednich grup chemicznych, składu roztworu, temperatury, pH oraz obecności katalizatorów, takich jak enzymy proteolityczne. Badania interleukiny 11 i wazoaktywnego peptydu jelitowego wykazały selektywną, zależną od warunków degradację, a nie jednakowe zachowanie wszystkich wiązań. Eksperymenty te nie określają uniwersalnego czasu trwałości dla innych peptydów. Naukowo uzasadniony wniosek jest taki, że stabilność wiązania peptydowego należy oceniać w odniesieniu do konkretnej cząsteczki, środowiska i reakcji, a nie przewidywać wyłącznie na podstawie nazwy wiązania. [11] [12]

18. Czym różni się wiązanie peptydowe od wiązania izopeptydowego?

Typowe wiązanie peptydowe w szkielecie zwykle łączy główną grupę pochodzącą od grupy karboksylowej jednej reszty z główną grupą aminową kolejnej reszty. Wiązanie izopeptydowe również jest połączeniem amidowym, ale w jego tworzeniu uczestniczy co najmniej jedna grupa funkcyjna znajdująca się poza typowym układem szkieletu, na przykład odpowiednia grupa w łańcuchu bocznym aminokwasu. Oba rodzaje połączeń opierają się więc na pokrewnej chemii amidowej, ale zajmują inne miejsca w architekturze molekularnej. Rozróżnienie jest istotne, ponieważ samo wykrycie wiązania amidowego nie wystarcza do stwierdzenia, że należy ono do zwykłego szkieletu peptydowego.

19. Dlaczego wiązania peptydowe są ważne dla struktury białek?

Wiązania peptydowe utrzymują uporządkowaną kowalencyjną sekwencję reszt aminokwasowych, a jednocześnie nakładają ograniczenia geometryczne na szkielet cząsteczki. Ich częściowy charakter wiązania podwójnego ogranicza obrót wokół amidowego połączenia C–N i sprzyja w przybliżeniu płaskiej geometrii grupy peptydowej. Jednocześnie grupy karbonylowe i N–H w szkielecie mogą uczestniczyć we wzorcach wiązań wodorowych ważnych dla struktur wyższego rzędu. Wiązania peptydowe nie tylko łączą więc aminokwasy — ich właściwości elektronowe i geometryczne pomagają określać możliwości strukturalne całego łańcucha. [1] [2]

20. Czy enzymy mogą rozrywać wiązania peptydowe?

Tak. Proteazy i peptydazy mogą katalizować hydrolizę wiązań peptydowych, ale nie muszą przecinać wszystkich wiązań bez rozróżnienia. Poszczególne enzymy rozpoznają określone sekwencje, środowiska strukturalne lub pozycje w łańcuchach peptydowych. Badania strukturalne penicillopepsyny analizowały sposób organizacji substratu i wody przez proteinazę aspartylową podczas hydrolizy, natomiast Davidson i Hutton wykazali selektywne przetwarzanie substratów związanych z proinsuliną. Przykłady te pokazują, w jaki sposób układy biologiczne mogą w kontrolowany sposób rozszczepiać określone wiązania peptydowe podczas przetwarzania i degradacji cząsteczek. [4] [10]

Ograniczenia w interpretacji badań nad wiązaniami peptydowymi

Podczas przechodzenia od podstawowej chemii wiązań peptydowych do wniosków dotyczących rzeczywistych peptydów i białek należy pamiętać o kilku ograniczeniach.

Po pierwsze, idealizowana grupa peptydowa przedstawiana w podręcznikach jest modelem typowego układu strukturalnego. Rzeczywiste struktury molekularne mogą wykazywać mierzalne odchylenia od idealnej planarności i geometrii. [2]

Po drugie, stabilność wiązania peptydowego zależy od kontekstu. Wyników eksperymentów prowadzonych w podwyższonej temperaturze, przy nietypowym pH, bardzo małym stężeniu lub w obecności określonych katalizatorów nie należy automatycznie wykorzystywać do przewidywania zachowania cząsteczki w zupełnie innych warunkach. [11] [12]

Po trzecie, różne enzymy wykorzystują różne mechanizmy katalityczne. Dowody opisujące hydrolizę prowadzoną przez jedną proteinazę aspartylową nie oznaczają, że wszystkie proteazy rozszczepiają wiązania peptydowe w dokładnie taki sam sposób. [4]

Po czwarte, wiązania peptydowe mogą powstawać poprzez różne mechanizmy. Translacja rybosomalna, biosynteza nierybosomalna i laboratoryjna synteza chemiczna mogą prowadzić do powstawania połączeń amidowych, mimo że wykorzystują odmienne substraty i maszynerię molekularną. [3] [7]

Po piąte, zmian struktury białka nie należy automatycznie interpretować jako rozszczepienia wiązań peptydowych. Denaturacja, zmiany konformacyjne, przejścia cis–trans, zaburzenie wiązań wodorowych, redukcja mostków disiarczkowych i hydroliza wiązań peptydowych opisują różne zdarzenia molekularne.

Rozróżnienia te są istotne, ponieważ termin wiązanie peptydowe opisuje konkretny rodzaj połączenia kowalencyjnego. Aby zrozumieć, co rzeczywiście dzieje się z peptydem lub białkiem, należy ustalić, które wiązanie chemiczne lub oddziaływanie molekularne uległo zmianie.

Samenvatting

Wiązania peptydowe są kowalencyjnymi połączeniami amidowymi, które łączą reszty aminokwasowe w łańcuchy peptydowe i białkowe. Choć często przedstawia się je po prostu jako wiązania C–N w powtarzającym się fragmencie szkieletu –C(=O)–NH–, ich chemia jest bardziej złożona niż chemia zwykłego, swobodnie obracającego się wiązania pojedynczego.

Delokalizacja elektronów w obrębie grupy amidowej nadaje połączeniu C–N częściowy charakter wiązania podwójnego, ograniczając jego rotację i sprzyjając w przybliżeniu płaskiej geometrii grupy peptydowej. Jednocześnie możliwość obrotu wokół sąsiednich wiązań szkieletowych pozwala łańcuchom peptydowym przyjmować bardzo różnorodne struktury trójwymiarowe. [1] [2]

Wiązania peptydowe występują w szkielecie typowych peptydów i białek, ale należy odróżniać je od wiązań wodorowych, mostków disiarczkowych, oddziaływań jonowych, efektu hydrofobowego oraz wyspecjalizowanych połączeń łańcuchów bocznych, takich jak wiązania izopeptydowe.

Mogą one powstawać w wyniku różnych procesów. Rybosomy tworzą wiązania peptydowe podczas translacji z wykorzystaniem aktywowanych substratów związanych z tRNA, układy nierybosomalne wykorzystują wyspecjalizowaną maszynerię enzymatyczną, natomiast synteza laboratoryjna opiera się na kontrolowanych reakcjach chemicznego sprzęgania. [3] [7]

Równie ważne jest ich rozszczepianie. Hydroliza może podzielić łańcuch peptydowy na krótsze fragmenty, a proteazy i peptydazy umożliwiają organizmom selektywne przeprowadzanie tego procesu. Badania proteinaz, przetwarzania proinsuliny, degradacji interleukiny 11 i wazoaktywnego peptydu jelitowego pokazują, że rozszczepianie zależy od kontekstu molekularnego oraz warunków eksperymentalnych. [4] [10] [11] [12]

Najważniejsza zasada jest więc prosta:

wiązania peptydowe zapewniają kowalencyjną ciągłość łańcuchów aminokwasowych, natomiast ich struktura elektronowa, kontrolowane tworzenie i selektywne rozszczepianie łączą podstawową chemię z biologią peptydów i białek.

Disclaimer

Artykuł ma wyłącznie charakter edukacyjny i naukowo-informacyjny. Wyjaśnia chemię wiązań peptydowych, ich strukturę molekularną, powstawanie, hydrolizę oraz przykłady pochodzące z opublikowanych badań. Nie stanowi porady medycznej, wskazówki dotyczącej leczenia, instrukcji laboratoryjnej, rekomendacji produktu ani porady dotyczącej stosowania jakiegokolwiek peptydu lub białka. Wyniki badań obliczeniowych, strukturalnych, biochemicznych, badań na zwierzętach oraz innych eksperymentów powinny być interpretowane w granicach warunków i ograniczeń poszczególnych badań.

Referenties

1. Fedorov, D. G. (2024). The peptide bond: Resonance increases bond order and complicates fragmentation. ChemPhysChem, 25(14), Article e202400170. https://doi.org/10.1002/cphc.202400170
2. Improta, R., Vitagliano, L., & Esposito, L. (2011). Peptide bond distortions from planarity: New insights from quantum mechanical calculations and peptide/protein crystal structures. PLOS ONE, 6(9), Article e24533. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0024533
3. Weinger, J. S., Parnell, K. M., Dorner, S., Green, R., & Strobel, S. A. (2004). Substrate-assisted catalysis of peptide bond formation by the ribosome. Nature Structural & Molecular Biology, 11(11), 1101–1106. https://doi.org/10.1038/nsmb841
4. James, M. N., & Sielecki, A. R. (1985). Stereochemical analysis of peptide bond hydrolysis catalyzed by the aspartic proteinase penicillopepsin. Biochemistry, 24(14), 3701–3713. https://doi.org/10.1021/bi00335a045
5. Ferrer, M., Woodward, C., & Barany, G. (1992). Solid-phase synthesis of bovine pancreatic trypsin inhibitor (BPTI) and two analogues. A chemical approach for evaluating the role of disulfide bridges in protein folding and stability. International Journal of Peptide and Protein Research, 40(3–4), 194–207. PubMed record
6. Saether, O., Craik, D. J., Campbell, I. D., Sletten, K., Juul, J., & Norman, D. G. (1995). Elucidation of the primary and three-dimensional structure of the uterotonic polypeptide kalata B1. Biochemistry, 34(13), 4147–4158. https://doi.org/10.1021/bi00013a002
7. Stachelhaus, T., Mootz, H. D., Bergendahl, V., & Marahiel, M. A. (1998). Peptide bond formation in nonribosomal peptide biosynthesis. Catalytic role of the condensation domain. Journal of Biological Chemistry, 273(35), 22773–22781. https://doi.org/10.1074/jbc.273.35.22773
8. Hatfield, M. P. D., Murphy, R. F., & Lovas, S. (2010). VCD spectroscopic properties of the beta-hairpin forming miniprotein CLN025 in various solvents. Biopolymers, 93(5), 442–450. https://doi.org/10.1002/bip.21356
9. Sarkar, S. K., Young, P. E., Sullivan, C. E., & Torchia, D. A. (1984). Detection of cis and trans X-Pro peptide bonds in proteins by 13C NMR: application to collagen. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 81(15), 4800–4803. https://doi.org/10.1073/pnas.81.15.4800
10. Davidson, H. W., & Hutton, J. C. (1987). The insulin-secretory-granule carboxypeptidase H. Purification and demonstration of involvement in proinsulin processing. Biochemical Journal, 245(2), 575–582. https://doi.org/10.1042/bj2450575
11. Kenley, R. A., & Warne, N. W. (1994). Acid-catalyzed peptide bond hydrolysis of recombinant human interleukin 11. Pharmaceutical Research, 11(1), 72–76. https://doi.org/10.1023/a:1018945727640
12. Mody, R., Tramontano, A., & Paul, S. (1994). Spontaneous hydrolysis of vasoactive intestinal peptide in neutral aqueous solution. International Journal of Peptide and Protein Research, 44(5), 441–447. https://doi.org/10.1111/j.1399-3011.1994.tb00180.x